La transplantation de microbiote fécal (TMF, ou FMT pour fecal microbiota transplantation) consiste à corriger la dysbiose d’un patient en lui administrant le contenu fécal d’un donneur sain.

Cette approche suscite un intérêt croissant en médecine vétérinaire, avec des applications principalement en gastroentérologie, mais aussi un potentiel en neurologie, endocrinologie et oncologie.

Les études disponibles restent toutefois limitées. Des travaux complémentaires seront nécessaires pour exploiter pleinement le potentiel de cette procédure.

En médecine humaine, la TMF est utilisée avec succès dans le traitement des infections récurrentes à Clostridioides difficile, et des protocoles standardisés existent déjà pour cette indication.

Un article récent a cherché à établir des lignes directrices en médecine vétérinaire, dans le but de standardiser les procédures et de les rendre accessibles en pratique clinique quotidienne.

Un « Consortium international sur la TMF des animaux de compagnie », composé de vétérinaires spécialistes du domaine, a été constitué pour fournir des informations sur les aspects techniques, définir les indications thérapeutiques et préciser les critères de sélection des donneurs.

Le document a été publié dans « Advances in Small Animal Care » en 2024. Il se structure en trois sections :

  1. Sélection et screening des donneurs
  2. Préparation de la TMF
  3. Dosage et administration de la TMF

Pour chacune d’entre elles, le groupe de travail a évalué les aspects les plus pertinents et les a classés selon le niveau de preuve scientifique. Un niveau de preuve « élevé » a été attribué lorsque les données sont étayées par au moins un essai clinique randomisé ; « modéré » lorsqu’elles reposent sur au moins un essai clinique non randomisé, une étude de cohorte ou une série de cas ; « faible » lorsqu’elles proviennent de cas cliniques isolés, de la pratique clinique ou d’un avis d’expert.

1 – Sélection et screening des donneurs

Les critères évalués portent sur l’état de santé général des donneurs, leur âge, leur environnement de vie, leur historique médicamenteux (molécules susceptibles d’induire une dysbiose) et les examens de dépistage à réaliser.

Le critère ayant le plus haut niveau de preuve scientifique est l’absence de signes gastro-intestinaux au cours des 4 derniers mois, qu’ils soient aigus ou chroniques. Plusieurs études ont démontré que les troubles digestifs modifient le microbiote intestinal : de façon probablement transitoire pour les affections aiguës, mais de manière durable et significative pour les formes chroniques.

Les agents pathogènes responsables de gastro-entérites aiguës du chien et du chat, transmissibles par voie oro-fécale, peuvent également être transmis par la TMF.

L’exclusion des sujets ayant présenté uniquement une symptomatologie aiguë dans les deux dernières semaines repose en revanche sur un faible niveau de preuve : la résilience d’un microbiote sain permet un retour rapide à l’eubiose. L’absence d’études à grande échelle incite cependant à la prudence avec ces sujets.

Le délai minimal d’attente après l’administration de médicaments susceptibles d’induire une dysbiose, en particulier les antibiotiques et les inhibiteurs de la pompe à protons, fait l’objet d’un niveau de preuve modéré.

Les antibiotiques ont un impact majeur sur le microbiote intestinal et comptent parmi les principales causes de dysbiose. La plupart des études ont porté sur les molécules actives contre les bactéries anaérobies, comme le métronidazole et la tylosine.

Le délai nécessaire au rétablissement d’un microbiote fonctionnel varie considérablement d’un individu à l’autre et selon la molécule utilisée : de quelques semaines à plusieurs mois. Un donneur ayant reçu des antibiotiques par voie orale ou parentérale doit donc avoir interrompu le traitement depuis au moins 6 mois.

L’évaluation du dysbiosis index chez le donneur est considérée comme pertinente. L’analyse métagénomique n’est en revanche pas jugée indispensable, compte tenu de la variabilité des phénotypes génétiques observée aussi bien chez les sujets sains que chez les sujets malades.

Concernant les inhibiteurs de l’acidité gastrique, les études se sont principalement intéressées aux effets de l’oméprazole et de l’ésoméprazole, qui peuvent induire une dysbiose transitoire. Les données sur les agonistes des récepteurs H2 sont insuffisantes. Le délai d’attente recommandé entre la fin du traitement et l’inclusion comme donneur est d’environ deux semaines.

L’alimentation du donneur a aussi son importance, en particulier la consommation de viande crue. Les sujets en ayant consommé au cours des 30 derniers jours doivent être exclus (niveau de preuve modéré). Ces animaux présentent dans leurs fèces une prévalence plus élevée de bactéries productrices de bêta-lactamases à spectre étendu (BLSE), ainsi que d’entéropathogènes tels que Listeria monocytogenes, Campylobacter jejuni et Salmonella.

Concernant le dépistage infectieux, une preuve modérée soutient l’évaluation du dysbiosis index comme indicateur potentiel de la fonctionnalité intestinale. La réalisation d’une coproculture à la recherche d’entéropathogènes spécifiques est également conseillée.

Le screening des donneurs pour Salmonella, C. jejuni, Giardia, Cryptosporidium, auxquels s’ajoutent chez le chat Tritrichomonas foetus/blagburni, le coronavirus entérique, le FIV et le FeLV, repose sur un niveau de preuve modéré. En cas de résultat positif, ces animaux doivent être exclus en tant que sources potentielles d’infection.

La recherche de bactéries du genre Clostridium est considérée comme optionnelle (preuve modérée). Pour Clostridium perfringens, facteur causal ou contributif de la AHDS (acute hemorrhagic diarrhea syndrome), seul le screening du gène codant pour la toxine NetF est recommandé, ce facteur de virulence étant le plus impliqué dans le développement de la maladie et n’étant qu’occasionnellement isolé dans les fèces de sujets sains.

Clostridioides difficile semble jouer un rôle pathogène moindre chez le chien et le chat par rapport à l’humain, et la transmission interspécifique homme-animal ne semble pas établie. Sa recherche chez le chien donneur n’est donc pas recommandée.

2 – Préparation de la TMF

Cette section fournit des indications sur la collecte et le traitement des fèces, en insistant sur la fraîcheur du prélèvement et la nécessité de préserver la viabilité des espèces bactériennes.

Une fois collectées dans un contenant adapté, les fèces sont soit traitées immédiatement, soit congelées à -20 °C ou -80 °C pour un usage ultérieur.

Pour pouvoir être administré, le matériel fécal doit être dilué, homogénéisé puis filtré. La solution obtenue peut être administrée directement, dosée et congelée (en seringues ou en capsules), ou encore lyophilisée et encapsulée.

En cas de congélation, l’ajout d’un cryoprotecteur est recommandé. Le matériel décongelé ne doit pas être recongelé.

L’administration peut se faire par voie orale, par lavement, par endoscopie (duodénoscopie ou coloscopie), ou par sonde d’alimentation (nasogastrique, d’œsophagostomie ou gastrique), en tenant compte dans ce dernier cas du risque de pneumonie par aspiration.

Les recommandations ayant le meilleur niveau de preuve (modéré) sont les suivantes :

Collecte : chez le chien, les fèces doivent être recueillies immédiatement après la défécation spontanée. Chez le chat, la difficulté à obtenir rapidement des fèces fraîches rend acceptable une collecte dans les 24 heures suivant la défécation.

Délai de traitement : les fèces doivent être utilisées dans les 2 à 6 heures suivant la collecte, qu’elles soient administrées fraîches ou congelées.

Conditions de manipulation : les fèces peuvent être manipulées en aérobiose à température ambiante. Bien que ces conditions ne soient pas idéales pour les bactéries anaérobies strictes, elles ne semblent pas compromettre la richesse bactérienne du prélèvement.

Cryoprotection : l’ajout d’un cryoprotecteur est indispensable pour préserver la viabilité bactérienne dans les prélèvements congelés. La plupart des études rapportent l’utilisation de glycérol à 10 % (9 mL de solution + 1 mL de glycérol). Aucun autre cryoprotecteur n’a été testé à ce jour.

Recongelation : les cycles de congélation-décongélation altèrent la viabilité bactérienne et sont déconseillés.

Les autres aspects abordés reposent sur un faible niveau de preuve : la réduction du risque zoonotique pour le personnel, le choix du contenant (plastique ou verre), la réfrigération à 4 °C en cas de traitement différé, la température optimale de conservation (-20 °C vs -80 °C), le retrait des résidus de litière dans les fèces félines, la méthode d’homogénéisation et de filtration, et la méthode de décongélation.

Le mode de dilution du matériel fécal n’est pas non plus standardisé. Les études rapportent l’utilisation de sérum physiologique stérile à 0,9 % ou de tampon phosphate salin (PBS), avec des rapports de dilution de 1:1 à 1:5 (fèces:solvant) selon le mode d’administration et les caractéristiques du matériel de départ.

3 – Dosage et administration de la TMF

Cette dernière section porte sur les applications thérapeutiques.

Chez le chat, les études restent insuffisantes. Il n’est pas possible de définir des critères procéduraux précis ni des objectifs thérapeutiques clairs.

Chez le chien, la TMF a fait l’objet de nombreuses études dans différentes entéropathies.

En cas d’entéropathie chronique, la TMF joue un rôle potentiellement bénéfique dans le cadre d’une approche thérapeutique multimodale, la plupart des études l’utilisent en association avec des traitements conventionnels. Certaines ont montré une amélioration du CCECAI (Canine Chronic Enteropathy Clinical Activity Index) et du Canine IBD Activity Index (niveau de preuve modéré). La TMF a également montré un potentiel dans la colite histiocytaire, pathologie à composante bactérienne (E. coli spp.).

Dans les diarrhées aiguës, la TMF semble raccourcir la durée d’hospitalisation et accélérer l’amélioration clinique, notamment chez les chiens atteints de parvovirose.

Des données suffisamment solides indiquent que les formes aiguës répondent à un nombre de séances plus faible que les formes chroniques (en moyenne 1,8 contre 3 séances), bien que le nombre et l’intervalle entre les administrations ne soient pas standardisés.

La procédure est globalement considérée comme sûre. Les effets indésirables rapportés sont rares et bénins : aggravation transitoire de la diarrhée, ballonnement et douleur abdominale, flatulences, dysorexie et vomissements.

Aucune étude randomisée ou de cohorte ne compare l’efficacité des différentes voies d’administration chez le chien et le chat. Les études vétérinaires portent plus souvent sur l’administration par lavement que sur la voie orale, mais les protocoles varient d’une étude à l’autre. Il n’est pas possible à ce jour de se prononcer sur l’efficacité comparée d’un changement de donneur ou de voie d’administration.

Les traitements répétés semblent améliorer les résultats, et le maintien de la TMF dans le temps pourrait contribuer à la pérennité de l’effet thérapeutique.

Dosage recommandé par lavement : 10 à 20 mL/kg chez les chiens de taille moyenne à grande, et 5 à 10 mL/kg chez les chiens de petite taille et les chats. Ces volumes ne sont toutefois pas rapportés à la concentration de la dilution, qui varie selon les études.

Les avis divergent sur la stratégie d’administration. Certains spécialistes privilégient des volumes réduits avec un temps de rétention prolongé pour favoriser l’implantation bactérienne. D’autres estiment qu’un volume plus important favorise le contact entre la muqueuse et les bactéries. Aucune donnée ne tranche en faveur de l’une ou l’autre approche, ni n’établit qu’un temps de rétention inférieur à 30-45 minutes compromette le résultat.

Contrairement à la médecine humaine, aucune donnée ne justifie de préparer l’intestin du receveur par des lavements ou un traitement antibiotique préalable, au contraire, cela pourrait compromettre le succès de la TMF. Le jeûne pré-traitement est largement pratiqué et considéré comme utile pour prolonger le temps de rétention, mais le niveau de preuve reste faible.

Conclusion

Les travaux à venir devront établir des critères fiables d’évaluation de l’efficacité de la TMF. Cela passera par une réduction des variables opératoires : type de donneur, phénotype clinique du receveur, modalités de préparation, de conservation et d’administration.

L’évaluation de l’efficacité devra intégrer l’amélioration des signes cliniques et la réduction du recours aux traitements médicamenteux (antibiotiques et immunosuppresseurs). Le dysbiosis index ne semble en revanche pas être un marqueur fiable chez les patients atteints d’entéropathie chronique, car son évolution peut ne pas suivre celle de l’amélioration clinique.

Enrico Bottero, DMV., expert MYLAV en gastroentérologie et endoscopie

Walter Bertazzolo, DMV, EBVS European Specialist in Veterinary Clinical Pathology (Dip. ECVCP) ; Directeur Scientifique de MYLAV

 

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